Роль сфинголипидного метаболизма в развитии нарушений репродуктивного здоровья женщин
https://doi.org/10.17749/2313-7347/ob.gyn.rep.2025.691
Аннотация
Сфинголипиды представляют собой биоактивные липиды, регулирующие процессы пролиферации, дифференцировки, апоптоза, ангиогенеза и воспаления. В последние годы их роль в поддержании овариального резерва и развитии нарушений женской репродуктивной функции получила особое внимание. Церамиды (англ. ceramides, CERs) и сфингозин-1-фосфат (англ. sphingosine-1-phosphate, S1P) формируют динамический баланс между проапоптотическими и провыживательными сигналами, определяя судьбу фолликулов и ооцитов. Нарушения метаболизма сфинголипидов выявлены при раке яичников, синдроме поликистозных яичников, эндометриозе, ожирении, снижении овариального резерва и преждевременной недостаточности яичников. Эти состояния сопровождаются сдвигом соотношения CERs/S1P, что отражается на качестве ооцитов, их чувствительности к окислительному стрессу, химиотерапии и воспалению. Появляющиеся данные показывают, что таргетная модуляция сфинголипидного пути – ферментов сфингозинкиназы, церамидсинтаз, сфингомиелиназ и белка-переносчика церамидов, а также рецепторов S1P, может стать перспективным направлением сохранения овариального резерва, профилактики бесплодия и преодоления химиорезистентности при раке яичников. S1P демонстрирует защитные свойства в отношении ооцитов, а аналоги церамидов и ингибиторы сфинголипидных ферментов открывают новые возможности персонализированной терапии. Обобщение современных данных о сфинголипидном обмене в репродуктивных тканях позволяет рассматривать эти молекулы не только как маркеры патологии, но и как потенциальные терапевтические мишени, что особенно актуально для разработки стратегий сохранения фертильности и улучшения исходов лечения гинекологических заболеваний.
Об авторах
А. А. ПоличеваРоссия
Поличева Анастасия Алексеевна
197022 Санкт-Петербург, ул. Льва Толстого, д. 6/8
Э. А. Оганесян
Россия
Оганесян Элла Артуровна
362019 Республика Северная Осетия–Алания, Владикавказ, Пушкинская ул., д. 40
И. С. Ярушкина
Россия
Ярушкина Инга Сергеевна
394068 Воронеж, Ботанический переулок, д. 47
А. С. Мартыненко
Россия
Мартыненко Ангелина Сергеевна
344022 Ростов-на-Дону, Нахичеванский переулок, д. 29
Е. Э. Кормухина
Россия
Кормухина Елизавета Эдуардовна
350063 Краснодар, ул. Митрофана Седина, д. 4
Ч. О. Таимова
Россия
Таимова Чамсият Омаровна
367005 Махачкала, площадь Ленина, д. 1
А. Р. Мустафина
Россия
Мустафина Аиша Рафаэлевна
117513 Москва, ул. Островитянова, д. 1
В. В. Ким
Россия
Ким Виктория Витальевна
350063 Краснодар, ул. Митрофана Седина, д. 4
А. А. Валитова
Россия
Валитова Азалина Азаматовна
450008 Уфа, ул. Ленина, д. 3
Н. Р. Сулейманов
Россия
Сулейманов Нурислан Рустамович
394036 Воронеж, ул. Студенческая, д. 10
К. А. Гайбарян
Россия
Гайбарян Карина Асватуровна
344022 Ростов-на-Дону, Нахичеванский переулок, д. 29
М. Э. Раджабов
Россия
Раджабов Максим Эфлетдинович
394036 Воронеж, ул. Студенческая, д. 10
А. Е. Баймухамбетова
Россия
Баймухамбетова Алина Ернаровна
414000 Астрахань, ул. Бакинская, д. 121
А. Э. Разумова
Россия
Разумова Алина Эдуардовна
414000 Астрахань, ул. Бакинская, д. 121
Список литературы
1. Петров И.А., Дмитриева М.Л., Тихоновская О.А. и др. Тканевые и молекулярные основы фолликулогенеза. Механизмы раннего фолликулярного роста. Проблемы репродукции. 2017;23(5):33–41. https://doi.org/10.17116/repro201723533-41.
2. Pors S.E., Harðardóttir L., Olesen H.Ø. et al. Effect of sphingosine-1-phosphate on activation of dormant follicles in murine and human ovarian tissue. Mol Hum Reprod. 2020;26(5):301–11. https://doi.org/10.1093/molehr/gaaa022.
3. Zhang Y., Yan Z., Qin Q. et al. Transcriptome landscape of human folliculogenesis reveals oocyte and granulosa cell interactions. Mol Cell. 2018;72(6):1021–1034.e4. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2018.10.029.
4. Hernández-Coronado C.G., Guzmán A., Castillo-Juárez H. et al. Sphingosine-1-phosphate (S1P) in ovarian physiology and disease. Ann Endocrinol (Paris). 2019;80(5–6):263–72. https://doi.org/10.1016/j.ando.2019.06.003.
5. Pitman M., Oehler M.K., Pitson S.M. Sphingolipids as multifaceted mediators in ovarian cancer. Cell Signal. 2021;81:109949. https://doi.org/10.1016/j.cellsig.2021.109949.
6. Quinville B.M., Deschenes N.M., Ryckman A.E., Walia J.S. A comprehensive review: sphingolipid metabolism and implications of disruption in sphingolipid homeostasis. Int J Mol Sci. 2021;22(11):5793. https://doi.org/10.3390/ijms22115793.
7. Sukocheva O., Wadham C., Holmes A. et al. Estrogen transactivates EGFR via the sphingosine 1-phosphate receptor Edg-3: the role of sphingosine kinase-1. J Cell Biol. 2006;173(2):301–10. https://doi.org/10.1083/jcb.200506033.
8. Chou C.H., Chen M.J. The effect of steroid hormones on ovarian follicle development. Vitam Horm. 2018;107:155–75. https://doi.org/10.1016/bs.vh.2018.01.013.
9. Zeleznik O.A., Clish C.B., Kraft P. et al. Circulating lysophosphatidylcholines, phosphatidylcholines, ceramides, and sphingomyelins and ovarian cancer risk: a 23-year prospective study. J Natl Cancer Inst. 2020;112(6):628–36. https://doi.org/10.1093/jnci/djz195.
10. Janneh A.H., Ogretmen B. Targeting sphingolipid metabolism as a therapeutic strategy in cancer treatment. Cancers (Basel). 2022;14(9):2183. https://doi.org/10.3390/cancers14092183.
11. Gomez-Larrauri A., Das Adhikari U., Aramburu-Nuñez M. et al. Ceramide metabolism enzymes-therapeutic targets against cancer. Medicina (Kaunas). 2021;57(7):729. https://doi.org/10.3390/medicina57070729.
12. Companioni O., Mir C., Garcia-Mayea Y., LLeonart M.E. Targeting sphingolipids for cancer therapy. Front Oncol. 2021;11:745092. https://doi.org/10.3389/fonc.2021.745092.
13. Yuan Y., Jia G., Wu C. et al. Structures of signaling complexes of lipid receptors S1PR1 and S1PR5 reveal mechanisms of activation and drug recognition. Cell Res. 2021;31(12):1263–74. https://doi.org/10.1038/s41422-021-00566-x.
14. Lucki N.C., Sewer M.B. The interplay between bioactive sphingolipids and steroid hormones. Steroids. 2010;75(6):390–9. https://doi.org/10.1016/j.steroids.2010.01.020.
15. Roth Z. Symposium review: reduction in oocyte developmental competence by stress is associated with alterations in mitochondrial function. J Dairy Sci. 2018;101(4):3642–54. https://doi.org/10.3168/jds.2017-13389.
16. Протопопов В.А., Секунов А.В., Панов А.В., Брындина И.Г. Взаимосвязь сфинголипидных механизмов с окислительным стрессом и изменениями митохондрий при функциональной разгрузке постуральных мышц. Acta Biomedica Scientifica. 2024;9(2):228–42. https://doi.org/10.29413/ABS.2024-9.2.23.
17. Kujjo L.L., Perez G.I. Ceramide and mitochondrial function in aging oocytes: joggling a new hypothesis and old players. Reproduction. 2012;143(1):1–10. https://doi.org/10.1530/REP-11-0350.
18. Zigdon H., Kogot-Levin A., Park J.W. et al. Ablation of ceramide synthase 2 causes chronic oxidative stress due to disruption of the mitochondrial respiratory chain. J Biol Chem. 2013;288(7):4947–56. https://doi.org/10.1074/jbc.M112.402719.
19. Arora A.S., Jones B.J., Patel T.C. et al. Ceramide induces hepatocyte cell death through disruption of mitochondrial function in the rat. Hepatology. 1997;25(4):958–63. https://doi.org/10.1002/hep.510250428.
20. Malott K.F., Luderer U. Toxicant effects on mammalian oocyte mitochondria†. Biol Reprod. 2021;104(4):784–93. https://doi.org/10.1093/biolre/ioab002.
21. Kasapoğlu I., Seli E. Mitochondrial dysfunction and ovarian aging. Endocrinology. 2020;161(2):bqaa001. https://doi.org/10.1210/endocr/bqaa001.
22. Smits M.A.J., Schomakers B.V., van Weeghel M. et al. Human ovarian aging is characterized by oxidative damage and mitochondrial dysfunction. Hum Reprod. 2023;38(11):2208–20. https://doi.org/10.1093/humrep/dead177.
23. Lee S., Kang H.G., Jeong P.S. et al. Heat stress impairs oocyte maturation through ceramide-mediated apoptosis in pigs. Sci Total Environ. 2021;755(Pt 1):144144. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.144144.
24. Hernández-Coronado C.G., Guzmán A., Espinosa-Cervantes R. et al. Sphingosine-1-phosphate and ceramide are associated with health and atresia of bovine ovarian antral follicles. Animal. 2015;9(2):308–12. https://doi.org/10.1017/S1751731114002341.
25. Kujjo L.L., Acton B.M., Perkins G.A. et al. Ceramide and its transport protein (CERT) contribute to deterioration of mitochondrial structure and function in aging oocytes. Mech Ageing Dev. 2013;134(1–2):43–52. https://doi.org/10.1016/j.mad.2012.12.001.
26. Morita Y., Tilly J.L. Oocyte apoptosis: like sand through an hourglass. Dev Biol. 1999;213(1):1–17. https://doi.org/10.1006/dbio.1999.9344.
27. Hernández-Coronado C.G., Guzmán A., Rodríguez A. et al. Sphingosine-1-phosphate, regulated by FSH and VEGF, stimulates granulosa cell proliferation. Gen Comp Endocrinol. 2016;236:1–8. https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2016.06.029.
28. Hao X., Zhang M. Roles of sphingosine-1-phosphate in follicle development and oocyte maturation. Anim Res One Health. 2024;2(3):314–22. https://doi.org/10.1002/aro2.53.
29. Park J.Y., Su Y.Q., Ariga M. et al. EGF-like growth factors as mediators of LH action in the ovulatory follicle. Science. 2004;303(5658):682–4. https://doi.org/10.1126/science.1092463.
30. Yamanaka M., Shegogue D., Pei H. et al. Sphingosine kinase 1 (SPHK1) is induced by transforming growth factor-beta and mediates TIMP-1 up-regulation. J Biol Chem. 2004;279(52):53994–4001. https://doi.org/10.1074/jbc.M410144200.
31. Squecco R., Sassoli C., Nuti F. et al. Sphingosine 1-phosphate induces myoblast differentiation through Cx43 protein expression: a role for a gap junction-dependent and -independent function. Mol Biol Cell. 2006;17(11):4896–910. https://doi.org/10.1091/mbc.e06-03-0243.
32. Giepmans B.N., Verlaan I., Hengeveld T. et al. Gap junction protein connexin-43 interacts directly with microtubules. Curr Biol. 2001;11(17):1364–8. https://doi.org/10.1016/s0960-9822(01)00424-9.
33. Hao X., Wang Y., Kong N. et al. Growth factor-mobilized intracellular calcium of cumulus cells decreases natriuretic peptide receptor 2 affinity for natriuretic peptide type C and induces oocyte meiotic resumption in the mouse. Biol Reprod. 2016;95(2):45. https://doi.org/10.1095/biolreprod.116.140137.
34. Yuan F., Hao X., Cui Y. et al. SphK-produced S1P in somatic cells is indispensable for LH-EGFR signaling-induced mouse oocyte maturation. Cell Death Dis. 2022;13(11):963. https://doi.org/10.1038/s41419-022-05415-2.
35. Mostafa S., Nader N., Machaca K. Lipid signaling during gamete maturation. Front Cell Dev Biol. 2022;10:814876. https://doi.org/10.3389/fcell.2022.814876.
36. Birbes H., El Bawab S., Hannun Y.A., Obeid L.M. Selective hydrolysis of a mitochondrial pool of sphingomyelin induces apoptosis. FASEB J. 2001;15(14):2669–79. https://doi.org/10.1096/fj.01-0539com.
37. Hernández-Corbacho M.J., Salama M.F., Canals D. et al. Sphingolipids in mitochondria. Biochim Biophys Acta Mol Cell Biol Lipids. 2017;1862(1):56–68. https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2016.09.019.
38. Ueda N. Ceramide-induced apoptosis in renal tubular cells: a role of mitochondria and sphingosine-1-phoshate. Int J Mol Sci. 2015;16(3):5076–124. https://doi.org/10.3390/ijms16035076.
39. Fisher-Wellman K.H., Hagen J.T., Neufer P.D. et al. On the nature of ceramide-mitochondria interactions – dissection using comprehensive mitochondrial phenotyping. Cell Signal. 2021;78:109838. https://doi.org/10.1016/j.cellsig.2020.109838.
40. Eliyahu E., Shtraizent N., Martinuzzi K. et al. Acid ceramidase improves the quality of oocytes and embryos and the outcome of in vitro fertilization. FASEB J. 2010;24(4):1229–38. https://doi.org/10.1096/fj.09-145508.
41. Santiquet N.W., Greene A..F, Becker J. et al. A pre-in vitro maturation medium containing cumulus oocyte complex ligand-receptor signaling molecules maintains meiotic arrest, supports the cumulus oocyte complex and improves oocyte developmental competence. Mol Hum Reprod. 2017;23(9):594–606. https://doi.org/10.1093/molehr/gax032.
42. Eliyahu E., Shtraizent N., Shalgi R., Schuchman E.H. Construction of conditional acid ceramidase knockout mice and in vivo effects on oocyte development and fertility. Cell Physiol Biochem. 2012;30(3):735–48. https://doi.org/10.1159/000341453.
43. Morita Y., Perez G.I., Paris F. et al. Oocyte apoptosis is suppressed by disruption of the acid sphingomyelinase gene or by sphingosine-1-phosphate therapy. Nat Med. 2000;6(10):1109–14. https://doi.org/10.1038/80442.
44. Coll O., Morales A., Fernández-Checa J.C., Garcia-Ruiz C. Neutral sphingomyelinase-induced ceramide triggers germinal vesicle breakdown and oxidant-dependent apoptosis in Xenopus laevis oocytes. J Lipid Res. 2007;48(9):1924–35. https://doi.org/10.1194/jlr.M700069-JLR200.
45. Yuan F., Wang Z., Sun Y. et al. Sgpl1 deletion elevates S1P levels, contributing to NPR2 inactivity and p21 expression that block germ cell development. Cell Death Dis. 2021;12(6):574. https://doi.org/10.1038/s41419-021-03848-9.
46. Morita Y., Tilly J.L. Sphingolipid regulation of female gonadal cell apoptosis. Ann N Y Acad Sci. 2000;905:209–20. https://doi.org/10.1111/j.1749-6632.2000.tb06551.x.
47. Knapp P., Chomicz K., Świderska M. et al. Unique roles of sphingolipids in selected malignant and nonmalignant lesions of female reproductive system. Biomed Res Int. 2019;2019:4376583. https://doi.org/10.1155/2019/4376583.
48. Kreitzburg K.M., van Waardenburg R.C.A.M., Yoon K.J. Sphingolipid metabolism and drug resistance in ovarian cancer. Cancer Drug Resist. 2018;1:181–97. https://doi.org/10.20517/cdr.2018.06.
49. Rutherford T., Brown W.D., Sapi E. et al. Absence of estrogen receptor-beta expression in metastatic ovarian cancer. Obstet Gynecol. 2000;96(3):417–21. https://doi.org/10.1016/s0029-7844(00)00917-0.
50. Jeon S.-Y., Hwang K.-A., Choi K.-C. Effect of steroid hormones, estrogen and progesterone, on epithelial mesenchymal transition in ovarian cancer development. J Steroid Biochem Mol Biol. 2016;158:1–8. https://doi.org/10.1016/j.jsbmb.2016.02.005.
51. Mungenast F., Thalhammer T. Estrogen biosynthesis and action in ovarian cancer. Front Endocrinol (Lausanne). 2014;5:192. https://doi.org/10.3389/fendo.2014.00192.
52. Giaccari C., Antonouli S., Anifandis G. et al. An update on physiopathological roles of Akt in the reprodAKTive mammalian ovary. Life (Basel). 2024;14(6):722. https://doi.org/10.3390/life14060722.
53. Yang Y., Lang P., Zhang X. et al. Molecular characterization of extracellular vesicles derived from follicular fluid of women with and without PCOS: integrating analysis of differential miRNAs and proteins reveals vital molecules involving in PCOS. J Assist Reprod Genet. 2023;40(3):537–52. https://doi.org/10.1007/s10815-023-02724-z.
54. Liu L., Yin T.L., Chen Y. et al. Follicular dynamics of glycerophospholipid and sphingolipid metabolisms in polycystic ovary syndrome patients. J Steroid Biochem Mol Biol. 2019;185:142–9. https://doi.org/10.1016/j.jsbmb.2018.08.008.
55. Shi Y., Zhao H., Shi Y. et al. Genome-wide association study identifies eight new risk loci for polycystic ovary syndrome. Nat Genet. 2012;44(9):1020–5. https://doi.org/10.1038/ng.2384.
56. Parasar P., Ozcan P., Terry K.L. Endometriosis: epidemiology, diagnosis and clinical management. Curr Obstet Gynecol Rep. 2017;6(1):34–41. https://doi.org/10.1007/s13669-017-0187-1.
57. Lee Y.H., Tan C.W., Venkatratnam A. et al. Dysregulated sphingolipid metabolism in endometriosis. J Clin Endocrinol Metab. 2014;99(10):E1913–21. https://doi.org/10.1210/jc.2014-1340.
58. Zhang Q., Duan J., Liu X., Guo S.W. Platelets drive smooth muscle metaplasia and fibrogenesis in endometriosis through epithelial-mesenchymal transition and fibroblast-to-myofibroblast transdifferentiation. Mol Cell Endocrinol. 2016;428:1–16. https://doi.org/10.1016/j.mce.2016.03.015.
59. Bernacchioni C., Capezzuoli T., Vannuzzi V. et al. Sphingosine 1-phosphate receptors are dysregulated in endometriosis: possible implication in transforming growth factor β-induced fibrosis. Fertil Steril. 2021;115(2):501–11. https://doi.org/10.1016/j.fertnstert.2020.08.012.
60. Turathum B., Gao E.M., Grataitong K. et al. Dysregulated sphingolipid metabolism and autophagy in granulosa cells of women with endometriosis. Front Endocrinol (Lausanne). 2022;13:906570. https://doi.org/10.3389/fendo.2022.906570.
61. Itami N., Shirasuna K., Kuwayama T., Iwata H. Palmitic acid induces ceramide accumulation, mitochondrial protein hyperacetylation, and mitochondrial dysfunction in porcine oocytes. Biol Reprod. 2018;98(5):644–53. https://doi.org/10.1093/biolre/ioy023.
62. Fucho R., Casals N., Serra D., Herrero L. Ceramides and mitochondrial fatty acid oxidation in obesity. FASEB J. 2017;31(4):1263–72. https://doi.org/10.1096/fj.201601156R.
63. Torretta E., Barbacini P., Al-Daghri N.M., Gelfi C. Sphingolipids in obesity and correlated co-morbidities: the contribution of gender, age and environment. Int J Mol Sci. 2019;20(23):5901. https://doi.org/10.3390/ijms20235901.
64. Samad F., Hester K.D., Yang G. et al. Altered adipose and plasma sphingolipid metabolism in obesity: a potential mechanism for cardiovascular and metabolic risk. Diabetes. 2006;55(9):2579–87. https://doi.org/10.2337/db06-0330.
65. Shibahara H., Ishiguro A., Inoue Y. et al. Mechanism of palmitic acid-induced deterioration of in vitro development of porcine oocytes and granulosa cells. Theriogenology. 2020;141:54–61. https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2019.09.006.
66. Levi A.J., Raynault M.F., Bergh P.A. et al. Reproductive outcome in patients with diminished ovarian reserve. Fertil Steril. 2001;76(4):666–9. https://doi.org/10.1016/s0015-0282(01)02017-9.
67. Timur B., Aldemir O., İnan N. et al. Clinical significance of serum and follicular fluid ceramide levels in women with low ovarian reserve. Turk J Obstet Gynecol. 2022;19(3):207–14. https://doi.org/10.4274/tjod.galenos.2022.05760.
68. Alizadeh J., da Silva Rosa S.C., Weng X. et al. Ceramides and ceramide synthases in cancer: Focus on apoptosis and autophagy. Eur J Cell Biol. 2023;102(3):151337. https://doi.org/10.1016/j.ejcb.2023.151337.
69. Nakahara T., Iwase A., Nakamura T. et al. Sphingosine-1-phosphate inhibits H2O2-induced granulosa cell apoptosis via the PI3K/Akt signaling pathway. Fertil Steril. 2012;98(4):1001–8.e1. https://doi.org/10.1016/j.fertnstert.2012.06.008.
70. Valtetsiotis K., Valsamakis G., Charmandari E., Vlahos N.F. Metabolic mechanisms and potential therapeutic targets for prevention of ovarian aging: data from up-to-date experimental studies. Int J Mol Sci. 2023;24(12):9828. https://doi.org/10.3390/ijms24129828.
71. Li F., Turan V., Lierman S. et al. Sphingosine-1-phosphate prevents chemotherapy-induced human primordial follicle death. Hum Reprod. 2014;29(1):107–13. https://doi.org/10.1093/humrep/det391.
72. Pascuali N., Scotti L., Di Pietro M. et al. Ceramide-1-phosphate has protective properties against cyclophosphamide-induced ovarian damage in a mice model of premature ovarian failure. Hum Reprod. 2018;33(5):844–59. https://doi.org/10.1093/humrep/dey045.
73. Абусуева З.А., Мухтарова М.М., Хашаева Т.Х. и др. Компаративная оценка провоспалительных цитокинов у женщин с диагностированными наследственными тромбофилиями различного генеза и их ассоциация с ранними и поздними эмбриональными потерями. Проблемы репродукции. 2022;28(3):10–7. https://doi.org/10.17116/repro20222803110.
74. Cianci A., Calogero A.E., Palumbo M.A. et al. Relationship between tumour necrosis factor alpha and sex steroid concentrations in the follicular fluid of women with immunological infertility. Hum Reprod. 1996;11(2):265–8. https://doi.org/10.1093/humrep/11.2.265.
75. Banaras S., Paracha R.Z., Nisar M. et al. System level modeling and analysis of TNF-α mediated sphingolipid signaling pathway in neurological disorders for the prediction of therapeutic targets. Front Physiol. 2022;13:872421. https://doi.org/10.3389/fphys.2022.872421.
76. Sukocheva O.A., Neganova M.E., Aleksandrova Y/ et al. Signaling controversy and future therapeutical perspectives of targeting sphingolipid network in cancer immune editing and resistance to tumor necrosis factor-α immunotherapy. Cell Commun Signal. 2024;22(1):251. https://doi.org/10.1186/s12964-024-01626-6.
77. Kolesnick R. The therapeutic potential of modulating the ceramide/sphingomyelin pathway. J Clin Invest. 2002;110(1):3–8. https://doi.org/10.1172/JCI16127.
78. Di Paolo A., Vignini A., Alia S. et al. Pathogenic role of the sphingosine 1-phosphate (S1P) pathway in common gynecologic disorders (GDs): a possible novel therapeutic target. Int J Mol Sci. 2022;23(21):13538. https://doi.org/10.3390/ijms232113538.
79. Коваль О.М., Хачанова Н.В., Журавлева М.В. и др. Безопасность воспроизведенного финголимода. Безопасность и риск фармакотерапии. 2018;6(1):23–31. https://doi.org/10.30895/2312-7821-2018-6-1-23-31.
Рецензия
Для цитирования:
Поличева А.А., Оганесян Э.А., Ярушкина И.С., Мартыненко А.С., Кормухина Е.Э., Таимова Ч.О., Мустафина А.Р., Ким В.В., Валитова А.А., Сулейманов Н.Р., Гайбарян К.А., Раджабов М.Э., Баймухамбетова А.Е., Разумова А.Э. Роль сфинголипидного метаболизма в развитии нарушений репродуктивного здоровья женщин. Акушерство, Гинекология и Репродукция. https://doi.org/10.17749/2313-7347/ob.gyn.rep.2025.691
For citation:
Policheva A.A., Oganesyan E.A., Yarushkina I.S., Martynenko A.S., Kormukhina E.E., Taimova Ch.O., Mustafina A.R., Kim V.V., Valitova A.A., Suleimanov N.R., Gaibaryan K.A., Radzhabov M.E., Baimukhambetova A.E., Razumova A.E. The role of sphingolipid metabolism in female reproductive health disorders. Obstetrics, Gynecology and Reproduction. (In Russ.) https://doi.org/10.17749/2313-7347/ob.gyn.rep.2025.691

Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution-NonCommercial-ShareAlike 4.0 International License.




































